Микрофлюидные устройства, адаптированные для культивирования стволовых клеток (обзор)

DOI: https://doi.org/10.29296/25877313-2021-11-01
Номер журнала: 
11
Год издания: 
2021

Е.А. Тепляшина к.б.н., доцент, кафедра биологической химии с курсом медицинской, фармацевтической и токсикологической химии, ФГБОУ ВО «Красноярский государственный медицинский университет имени профессора В.Ф. Войно-Ясенецкого» Министерства здравоохранения РФ (г. Красноярск, Россия) E-mail: elenateplyashina@mail.ru В.А. Кутяков к.б.н., доцент, кафедра биологической химии с курсом медицинской, фармацевтической и токсикологической химии, ФГБОУ ВО «Красноярский государственный медицинский университет имени профессора В.Ф. Войно-Ясенецкого» Министерства здравоохранения РФ (г. Красноярск, Россия) E-mail: victor-koutjakov@yandex.ru Л.Б. Шадрина ассистент, кафедра биологической химии с курсом медицинской, фармацевтической и токсикологической химии, ФГБОУ ВО «Красноярский государственный медицинский университет имени профессора В.Ф. Войно-Ясенецкого» Министерства здравоохранения РФ (г. Красноярск, Россия) E-mail: shaliu@mail.ru А.Б. Салмина д.м.н., профессор, Отдел исследований мозга, ФГБНУ «Научный центр неврологии» Министерства науки и высшего образования РФ (Москва, Россия) E-mail: allasalmina@mail.ru

В настоящее время важное значение для исследований в области молекулярной биологии, нейробиологии и клинической медицины занимают микрофлюидные устройства различной природы и наполнения. Созданные на основе специализированных функциональных элементов модифи-цированные микрофлюидные аналитические системы обладают уникальными свойствами, направленными на изучение клеточных структур и протекающих в них биохимических процессов. К функциональным преимуществам микрофлюидных устройств относят прежде всего: создание постоянного градиента концентрации реагирую-щих компонентов, небольшие размеры данных компонентов, минимальный расход реагентов, возможность постановки высокоточных экспери-ментов. Также микрофлюидные системы позволяют контролировать состояние клеточной микросреды посредством имитирования физиологиче-ских условий. Проанализированы наиболее перспективные векторы развития микрофлюидных технологий относительно культивирования клеточных культур различного происхождения. Рассмотрены параметры создания 3D-клеточных структур. Изучены возможности применения различных микрофлю-идных систем относительно клеточных линий различного происхождения с целью исследования их функционирования и выявления определен-ных закономерностей развития. Обобщены методы культивирования клеточных культур другого происхождения с использованием микрофлюид-ных технологий, а именно: эксперименты, связанные с моделированием тканей печени, почек, клеток пульпы зуба, мышечной или хрящевой ткани.

Ключевые слова: 
микрофлюидные технологии
культуры клеток
стволовые клетки
Для цитирования: 
Тепляшина Е.А., Кутяков В.А., Шадрина Л.Б., Салмина А.Б. Микрофлюидные устройства, адаптированные для культивирования стволовых клеток (обзор) . Вопросы биологической, медицинской и фармацевтической химии, 2021; (11): -https://doi.org/10.29296/25877313-2021-11-01

Список литературы: 
  1. Bragheri F., Martínez Vázquez R., Osellame R. Three-Dimensional Microfabrication Using Two-Photon Polymerization. Microfluidics. 2020; 493–526. doi:10.1016/b978-0-12-817827-0.00057-6.
  2. Спиров А.В. Подходы микрофлюидики в современной биологии развития. Онтогенез. 2018; 49(3): 165–180 (Spirov A.V. Podhody mikrofljuidiki v sovremennoj biologii razvitija. Ontogenez. 2018; 49(3): 165–180).
  3. Gale B.K., A.R. Jafek, Lambert C.J., Goenner B.L., Moghimifam H., Nze U.C. Kamarapu S.K. A Review of Current Methods in Microfluidic Device Fabrication and Future Commercialization Pro-spects. Inventions. 2018; 3(60).
  4. Hansen C.L., Skordalakes E., Berger J.M., Quake S.R. A robust and scalable microfluidic metering method that allows protein crys-tal growth by free interface diffusion. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. .2002; 99: 16531–16536.
  5. Takayama S., Ostuni E., LeDuc P., Naruse K., Ingber D.E., White-sides G.M. Subcellular positioning of small molecules. Nature. 2001; 411: 1016.
  6. Son J., Samuel R., Gale B.K., Carrell D.T., Hotaling J.M. Separa-tion of sperm cells from samples containing high concentrations of white blood cells using a spiral channel. Biomicrofluidics. 2017; 11; 054106.
  7. Jafek A.R., Harbertson, S., Brady H.; Samuel R., Gale B.K. In-strumentation for xPCR Incorporating qPCR and HRMA. Anal. Chem. 2018; 90: 7190–7196.
  8. Xia Y., Whitesides G.M. Soft Lithography. Annu. Rev. Mater. Sci. 1998; 28: 153–184.
  9. Pfohl T., Mugele F., Seemann R., Herminghaus S. Trends in Mi-crofluidics with Complex Fluids. Chem Phys Chem. 2003; 4(12): 1291–1298. doi:10.1002/cphc.200300847.
  10. Halldorsson S., Gómez-Sjöberg R., Lucumi E., Fleming R. Ad-vantages and challenges of microfluidic cell culture in polydime-thylsiloxane devices. Biosens. Bioelectron. 2015; 63: 218–231.
  11. Глушкова Е.Г., Максимова Е.С., Иванова Ю.А., Глушков В.С. Моделирование гемодинамических процессов в микроцир-куляторном русле с помощью микрофлюидных устройств. Медицинская наука и образование Урала. 2020; 1: 140–144 (Glushkova E.G., Maksimova E.S., Ivanova Ju.A., Glushkov V.S. Modelirovanie gemodinamicheskih processov v mikro-cirkuljatornom rusle s pomoshh'ju mikrofljuidnyh ustrojstv. Medicinskaja nauka i obrazovanie Urala. 2020; 1: 140–144).
  12. Bain G., Kitchens D., Yao M., Huettner J.E., Gottlieb D.I. Embry-onic stem cells express neuronal properties in vitro. Dev Biol. 1995; 168: 342–357.
  13. Vina-Almunia J., Mas-Bargues C., Borras C. et al Influence of Partial O(2) Pressure on the Adhesion, Proliferation, and
  14. Osteogenic Differentiation of Human Dental Pulp Stem Cells on beta-Tricalcium Phosphate Scaffold. Int. J. Oral Maxillofac. Im-plant. 2017; 32: 1251–1256.
  15. Chen C., Tang Q., Zhan Y., Yu M., Jing W., Tian W. Physioxia: A more effective approach for culturing human adipose-derived stem cells for cell transplantation. Stem Cell Res. Ther. 2018; 9: 148.
  16. Levi M., Hunt B.J. A critical appraisal of point-of-care coagulation testing in critically ill patients. J. Thromb. Haemost. 2015; 13: 1960–1967.
  17. Zhang C., Neelamegham S. Application of microfluidic devices in studies of thrombosis and hemostasis. Platelets. 2017; 28: 434–440.
  18. Cosson S., Lutolf M.P. Hydrogel microfluidics for the patterning of pluripotent stem cells. Sciecitific Report. 2014; 4(1): 4462.
  19. Li L., Tan D., Liu S., Jiao R., Yang X., Li F., Wu H., Huang W. Optimization of Factor Combinations for Stem Cell Differentiations on a Design-of-Experiment Microfluidic Chip. Anal. Chem. 2020; 92 (20): 14228–14235.
  20. Hidalgo L., Stephens P., Song B., Barrow D. Microfluidic Encap-sulation Supports Stem Cell Viability, Proliferation, and Neuronal Differentiation. Tissue Engineering Part C: Methods. 2018; 24(3): DOI:10.1089/ten.TEC.2017.0368.
  21. Patel B.B., Sharifi F., Stroud D.P., Montazami R., Hashemi N.N., Sakaguchi D.S. 3D Microfibrous Scaffolds Selectively Promotes Proliferation and Glial Differentiation of Adult Neural Stem Cells: A Platform to Tune Cellular Behavior in Neural Tissue Engineer-ing. Macromol Biosci. 2019; 19(2): e1800236. doi: 10.1002/mabi.201800236. Epub 2018 Nov 27.